domingo, 12 de marzo de 2017

PRÁCTICA 20: TÉCNICA DE FEHLING’S.

OBJETIVO:
Utilizando el método de Fehling´s vamos a determinar la presencia de glucosa en orina.
MATERIALES:
Tubos de vidrio
Pipetas automáticas
Mechero
REACTIVOS:
Reactivo A
Reactivo B
MUESTRA:

Orina
TÉCNICA:
Tomar la orina que se quiere analizar (3 ml)
Añadir 1 ml de Fehling A y 1 ml de Fehling B. El líquido del tubo de ensayo adquirirá un fuerte color azul.
Calentar el tubo al baño María o directamente en un mechero.
RESULTADOS:
 
CUANDO HAY GLUCOSA VIRA A ROJO LADRILLO Y ES +
CUANDO NO HAY GLUCOSA NO VIRA SE QUEDA DE COLOR AZULADO VERDOSO.

PRÁCTICA Nº 19 OBSERVACIÓN DEL SEDIMENTO URINARIO
OBJETIVO:
Observar una muestra de sedimento urinario los diferentes cristales, cilindros y células que puedan aparecer.
MATERIALES:
Tiras reactivas para análisis de orina
Lector de tiras reactivas, o en su defecto interpretarlas utilizando la leyenda de cada bote
Centrifugadora
Porta
Pipetas Pasteur
Cubreobjetos

Microscopio
MUESTRA:
Orina
TÉCNICA:
Una vez obtenida la muestra de orina, comprobar pH y posibles problemas con las tiras reactivas, realizando esta lectura con el lector de tiras.
Pasamos una cantidad de muestra de orina a tubos de centrífuga de 10 mL.
Centrifugar durante 5 minutos.
Procedemos a decantar la muestra obtenida (dejando aproximadamente 0.5-1 cm de sedimento).
Preparar la observación: en un porta depositar una gota del sedimento (previamente resuspendido) y colocar encima el cubreobjetos.
Finalmente proceder a la observación de la preparación. Utilizando los objetivos 10x y 40x.

LECTOR DE TIRAS REACTIVAS:


RESULTADOS :

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sábado, 11 de marzo de 2017

PRÁCTICA 18 FOSFATASA ÁCIDA

  • Objetivo: método Hillmann: la fosfatasa ácida a pH 5 hidroliza el alfa-naftilfosfato o fosfato inorgánico a alfa-naftol.El alfa-naftol se hace reaccionar con un cromógeno diazotizado formando un compuesto coloreado con un pico de absorción a 405 nm.


  • Materiales:
- Muestra: suero (libre de partículas y hemólisis).
La fosfatasa ácida en suero es muy inestable, por lo que hay que estabilizar adicionando 50µL de ácido acético (R4) por cada mL de muestra.
- Reactivos:
     . R1 (tampón): citrato sódico pH 5.2
     . R2 (sustrato): alfa-naftilfosfato. Fast Red TR
     . R3 (tartrato): tartrato sódico
     . R4 (ácido acético)


- Espectofotómetro o analizador para lecturas a 405 nm
- Cubetas de 1 cm de paso de luz
- Equipamiento habitual de  laboratorio
  • Técnica:
1. Condiciones del ensayo:
      - Longitud de onda: 405 nm
      - Cubeta: 1 cm de paso de luz
      - Tª constante: 37ºC

2. Ajustar el espectofotómetro a cero frente a agua destilada o aire.

3. Pipetear en una cubeta:


4. Mezclar, incubar 5 minutos.
5. Leer la absorbancia (A) inicial de la muestra, poner en marcha el cronómetro y leer la absorbancia cada minuto durante 3 minutos.
6. Calcular el promedio de la diferencia de absorbancia por minuto


Significado clínico:
 La fosfatasa ácida es una enzima que se encuentra presente en casi todos los tejidos del organismo, siendo particularmente alta en próstata, estómago, hígado, músculo, bazo, eritrocitos y plaquetas.

Niveles elevados de fosfatasas ácidas se encuentran en alteraciones prostáticas como hipertrofia, prostatitis o carcinoma, en enfermedades hematológicas, óseas (enfermedad de Paget) o hepáticas.
Niveles bajos de fosfatasa ácida no tiene significado clínico.
  • Resultados:
B:00
1:0.347 
2:0.367
3:0.390
C=(69.85)V/L        X=3300





PRÁCTICA Nº17 LDH

FUNDAMENTO
La lactato deshidrogenasa (LDH) es una enzima, distribuida por todo el organismo humano. Las mayores concentraciones de LDH se encuentran en el hígado, corazón, riñón, músculo esquelético y eritrocitos.
El nivel de LDH en suero esta elevado en pacientes con enfermedades del hígado, infartos de miocardio, alteraciones renales, distrofias musculares y anemias.
El diagnóstico clínico debe realizarse teniendo en cuenta todos los datos clínicos y de laboratorio.
Fundamento: La Lactato deshidrogenasa (LDH) cataliza la reducción del piruvato por el NADH, según la siguiente reacción:
Piruvato + NADH+ H+____LDH_______> L-Lactato + NAD+
La velocidad de disminución de la concentración de NADH en el medio determinado fotométricamente, es proporcional a la concentración catalítica de LDH en la muestra ensayada.

OBJETIVO
Determinar cuantitativamente la lactato deshidrogenasa.

MATERIALES:

  • Reactivos
  • Puntas de pipeta
  • Baño termostático
  • Espectofotómetro o analizador para lecturas a 340 nm
  • Cubetas
  • Porta cubetas
  • Gradilla

REACTIVOS:
  • R1 Tampón: Imidazol Piruvato
  • R2 Substrato: NADH
MUESTRA:
  • Suero
APARATOS :
  • Espectofotómetro o analizador para lecturas y baño termostático
¿COMO SE UTILIZA?
  1. Encender el aparato
  2. Seleccionar la longitud de onda indicada: 340 nm.
  3. Esperar aproximadamente 15 minutos
  4. Programar los datos que indica la técnica teniendo en cuenta que en primer lugar se debe pulsar el número y a continuación, la tecla correspondiente al parámetro.
  5. FACTOR: Indicado por la técnica.
  6. SEC/INCUB: Tiempo transcurrido desde que se pone la muestra en el reactivo hasta que se toma la primera lectura.
  7. SEC Δ: Tiempo entre lecturas
  8. ºC: Temperatura de trabajo.
  9. Δ/ nº Δ: Número de intervalos (Número de lecturas menos 1).
  10. Al programar cada uno de estos parámetros el piloto correspondiente debe iluminarse internamente indicando así que ha entrado en memoria.
  11. Una vez programados todos los datos anteriores, introducir la cubeta con el blanco (cero).
  12. Ajustar el mando SENSIBILIDAD de modo que los pilotos SENSITIVITY se apaguen.
  13. Pulsar ZERO.
  14. Extraer la cubeta con el blanco e introducir el problema.
  15. Pulsar KINETIC.
  16. Al finalizar el tiempo total programado, sonará el avisador durante unos segundos, aparecerá el resultado final en el display y se iluminará el piloto CONC.


TÉCNICA:
1. Preparamos:


2.Mezclamos e incubamos durante 1 minuto.
3. Leemos la absorbancia inicial de la muestra, y cada minuto leer la absorbancia durante 3 minutos.
4. Anotar los resultados.
5. Calcular el promedio de la diferencia de absorbancia por minuto.

RESULTADOS

1: 1,833
2:1,821
3:1.811
4:1,799

OPERACIÓN :0,012+0.010= 0.034/3=0.011
0.011X9690= 106.59

PRÁCTICA Nº 16 PROTEINOGRAMA.


FUNDAMENTO
Las proteínas, moléculas anfóteras, en medio básico adquieren una carga global negativa que hace que migren del cátodo hacia el ánodo cuando son sometidas a un proceso electroforético. Como consecuencia de esta migración, se obtienen habitualmente cinco fracciones correspondientes a diferentes proteínas plasmáticas con carga negativa decreciente: Albúmina la más negativa, alfa uno globulinas, alfa 2 globulinas, beta globulinas, gamma globulinas, las menos negativas.


Objetivo
Realizar una electroforesis de proteínas plasmáticas.

MATERIALES:
Alimentador de electroforesis
Cubeta de electroforesis
Aplicador de muestras
Tiras de acetato de celulosa
Láminas Mylar
Papel de filtro.
Bisturí








REACTIVOS:

Solución Tampón ( Hipurato)
Colorante Rojo Ponceau
Decolorante Rojo Ponceau
Solución transparentadora
Solución disolvente





PROCEDIMIENTO:
1. Echar el tampón en las cubetas de electroforesis e igualar la cantidad.
2. Echar el tampón y sumergir todas las tiras durante 10 minutos como mínimo.
3. Sacar y secar con papel de filtro.
4. Montar los puentes con las tiras, dejando el corte abajo a la derecha.
5. Depositar las muestras con el aplicador en las tiras ya en el puente.
6. Poner los puentes en las cubetas que vaya la muestra desde el negativo(rojo) al positivo(negro)
7. Se pone a 200 V durante 35minutos
8. Sacar y sumergir en colorante Rojo Ponceau 5 minutos , en ácido Cítrico  hasta que quede blanco y transparentador durante  1 minuto. 
9. Sobre una superficie de Mylar film cortar bordes y eliminar exceso de transparentador.
10. Calentar en estufa durante 10 minutos a 80º 
11. Procedemos a la lectura.

   














RESULTADOS:

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viernes, 10 de marzo de 2017

PRÁCTICA Nº18 test de coombs

Fundamento.

Se le llama también prueba de la antiglobulina indirecta (PAI). Sirve para la determinación de Anti-D, Ig G incompletos en plasma o suero. Se hace a madres Rh - que pueden estar sensibilizadas por incompatibilidad Rh materno-fetal o por transfusión incompatible.
En un primer tiempo se ponen en contacto hematíes con antígeno D con el plasma problema. Si existen anti-D en dicho plasma, se produce la unión aunque no la aglutinación. Tras incubar, se añade la antiglobulina . Ésta hace de puente de unión entre complejos Ag-Ac y se visualiza la aglutinación. 

Reactivos.

Para está prueba necesitaremos suero o plasma de la paciente de la que se pretende averiguar si está o no sensibilizada con anticuerpos anti-D. 

Procedimiento.

a) Preparación de los hematíes de especificidad conocida. En este caso, hematíes con el antígeno D y del grupo O para evitar aglutinación por este sistema. Si no se dispone de estos hematíes, se utiliza sangre del sistema ABO compatible con la muestra problema.

-Lavar los hematíes con solución salina isotónica, 2-3 veces. Centrifugar 4-5 minutos a 1.000 g y decantar el sobrenadante (en el último lavado, eliminarlo al máximo). 

-Preparar una suspensión de hematíes del 5% (0,1 ml de concentrado de hematíes lavados + 1,9 ml de solución salina isotónica).

 b) Preparar en tres tubos centrífuga rotulados, tres controles como se indica: -Control negativo: 2 gotas anti-D + 2 gotas de suspensión de hematíes Rh negativos al 5 por 100.
 -Control positivo: 2 gotas anti-D (diluido a 1/10 con solución salina isotónica) + 2 gotas de suspensión de hematíes Rh positivos al 5 por 100. -Control de solución salina: prepararlo en principio como un control negativo.

c) En el tubo problema echar 2 gotas del suero problema + 2 gotas de suspensión de hematíes O + preparados en el punto a.

d) Mezclar e incubar a 37º C de 30-60 minutos. En este tiempo, si en el suero hay anticuerpos anti-D incompletos, se unen al hematíe D pero no consiguen la aglutinación. 

e) Lavar de nuevo con solución salina fisiológica 3 veces. La razón del lavado está en eliminar del tubo cualquier resto de globulinas procedentes del suero problema o del plasma en la suspensión de hematíes. Sólo deben quedar en el tubo: los hematíes, si la prueba es negativa, o los hematíes recubiertos con los anticuerpos que buscamos. 

f) Añadir 2 gotas del suero antiglobulina humana al tubo problema (suero poliespecífico contra cualquier tipo de globulinas humanas). Por esto son tan importantes los lavados, ya que cualquier resto de globulinas puede unirse al suero antiglobulínico, gastándose en estas uniones y no en el anticuerpo unido al hematíe. Tendríamos así falsos negativos. Se puede usar un suero algo más específico anti-lgG humano, pero el lavado sigue siendo imprescindible para eliminar todas las IgG libres.

g) Añadir también dos gotas de antiglobulina humana a los tubos controles + y - y añadir dos gotas de solución salina isotónica al tubo control de la solución salina. Este tubo no debe aglutinar.
h) Mezclar suavemente. Esperar 1-2 minutos a temperatura ambiente.
i) Centrifugar los cuatro tubos 1 minuto a 150 g. 
j) Levantar el sedimento con pequeños golpes. Si la suspensión es homogénea en el tubo problema, la prueba es negativa. Si hay aglutinación de los hematíes, la prueba es positiva. En este caso se hacen diluciones del suero: 1/2, 1/4, 1/8, etc, y se repite la prueba. El título es el denominador de la última dilución que aglutina. El control + debe aglutinar y no deben aglutinar los controles - y de la solución salina.
RESULTADOS:


Contiene anti-D (aglutinado), por lo tanto, prueba positiva = hay Ac,
los hematíes están sensibilizados

PRÁCTICA Nº17

Fundamento.

Los genes que controlan el sistema Rh se encuentran en el cromosoma 1 .
El sistema Rh, ha alcanzado hoy en día una gran complejidad por la numerosa variedad de sustancias que lo componen. Junto al sistema ABO, y debido sobre todo a la gran capacidad antigénica de su principal componente, es el primer factor a considerar en caso de incompatibilidad hemática.

Objetivo.

Para la tipificación de los cinco antígenos del sistema Rh, se utilizan los sueros: anti-D, anti-C, anti-E, anti-c y anti-e. Todos necesitan los dos minutos de movimiento y el calor. Observando con cuál de ellos aglutinan, se detecta el fenotipo (antígenos expresados). El genotipo en muchas ocasiones no se puede conocer, por la ausencia del antígeno d y por existir varias posibilidades de combinación. Conociendo el fenotipo y con ayuda de unas tablas, se puede conocer el genotipo más probable.

Procedimiento.

1.-Colocar una gota de suero anti-D en un tubo rotulado y en otro una gota de albúmina. 
 2.-Añadir una gota de suspensión de hematíes al 5% a cada tubo 
3.-Mezclar y centrifugar a 150 g durante un minuto. 
4.-Resuspender el botón celular y observar posibles aglutinaciones. 

RESULTADOS:
Si se aglutina, la prueba Rh se considera positiva y entonces existe el Ag D. En cambio, si no aglutina, la prueba Rh se considera negativa y entonces no existe el Ag D.
La albúmina es un control que sirve para certificar que Anti-D es negativo, por lo que no debe aglutinar.
En nuestro caso ha aglutinado en el primer tubo que presenta Anti-D, por lo que la prueba se considera positiva.